电泳分析常用方法

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电泳分析常用方法
# K3 T9 J; C" w! L3 E! @# i  ^/ |) C+ N（一）醋酸纤维素薄膜电泳

, i2 ~0 b7 s% s2 ]醋酸纤维素是提纤维素的羟基乙酰化形成的纤维素醋酸酯。由该物质制成的薄膜称为醋酸纤维素薄膜。这种薄膜对蛋白质样品吸附性小，几乎能完全消除纸电泳中出现的“拖尾”现象，又因为膜的亲水性比较小，它所容纳的缓冲液也少，电泳时电流的大部分由样品传导，所以分离速度快，电泳时间短，样品用量少，5靏的蛋白质可得到满意的分离效果。因此特别适合于病理情况下微量异常蛋白的检测。

醋酸纤维素膜经过冰醋酸乙醇溶液或其它透明液处理后可使膜透明化有利于对电泳图谱的光吸收扫描测定和膜的长期保存。

⒈材料与试剂醋酸纤维素膜一般使用市售商品，常用的电泳缓冲液为pH8.6的巴比妥缓冲液，浓度在0.05-0.09mol/L。

⒉操作要点

; O; ]0 L5 T. {, Y* p' T⑴膜的预处理：必须于电泳前将膜片浸泡于缓冲液，浸透后，取出膜片并用滤纸吸去多余的缓冲液，不可吸得过干。

⑵加样：样品用量依样品浓度、本身性质、染色方法及检测方法等因素决定。对血清蛋白质的常规电泳分析，每cm加样线不超过1靗，相当于60-80靏的蛋白质。

⑶电泳：可在室温下进行。电压为25V/cm，电流为0.4-0.6mA/cm宽。

4 f) X1 J. Y* P+ y) |  A, d⑷染色：一般蛋白质染色常使用氨基黑和丽春红，糖蛋白用甲苯胺蓝或过碘酸-Schiff试剂，脂蛋白则用苏丹黑或品红亚硫酸染色。

⑸脱色与透明：对水溶性染料最普遍应用的脱色剂是5％醋酸水溶液。为了长期保存或进行光吸收扫描测定，可浸入冰醋酸：无水乙醇＝30:70（V/V）的透明液中。

（二）凝胶电泳

以淀粉胶、琼脂或琼脂糖凝胶、聚丙烯酰胺凝胶等作为支持介质的区带电泳法称为凝胶电泳。其中聚丙烯酰胺凝胶电泳（polyacrylamide gel electrophoresis，PAGE）普遍用于分离蛋白质及较小分子的核酸。琼脂糖凝胶孔径较大，对一般蛋白质不起分子筛作用，但适用于分离同工酶及其亚型，大分子核酸等应用较广，介绍如下：

⒈琼脂糖凝胶电泳的原理概述琼脂糖是由琼脂分离制备的链状多糖。其结构单元是D-半乳糖和3.6-脱水-L-半乳糖。许多琼脂糖链依氢键及其它力的作用使其互相盘绕形成绳状琼脂糖束，构成大网孔型凝胶。因此该凝胶适合于免疫复合物、核酸与核蛋白的分离、鉴定及纯化。在临床生化检验中常用于LDH、CK等同工酶的检测。

⒉琼脂糖凝胶电泳分离核酸的基本技术在一定浓度的琼脂糖凝胶介质中，DNA分子的电泳迁移率与其分子量的常用对数成反比；分子构型也对迁移率有影响，如共价闭环DNA＞直线DNA＞开环双链DNA。当凝胶浓度太高时，凝胶孔径变小，环状DNA（球形）不能进入胶中，相对迁移率为0，而同等大小的直线DNA（刚性棒状）可以按长轴方向前移，相对迁移率大于0。

⑴设备与试剂：琼脂糖凝胶电泳分为垂直及水平型两种。其中水平型可制备低浓度琼脂糖凝胶，而且制胶与加样都比较方便，故应用比较广泛。核酸分离一般用连续缓冲体系，常用的有TBE（0.08mol/l Tris·HCl，pH8.5，0.08mol/L硼酸，0.0024mol/l EDTA）和THE（0.04mol/l Tris·HCl。pH7.8，0.2mol/L醋酸钠，0.0018mol/l EDTA）。

' ]. J6 k  g& k/ e' P⑵凝胶制备：用上述缓冲液配制0.5％-0.8％琼脂糖凝胶溶液，沸水浴或微波炉加热使之融化，冷至55℃时加入溴化乙锭（EB）至终浓度为0.5靏/ml，然后将其注入玻璃板或有机玻璃板组装好的模子中，厚度依样品浓度而定。注胶时，梳齿下端距玻璃板0.5-1.0mm，待脱凝固后，取出梳子，加入适量电极缓冲液使板胶浸没在缓冲液下1mm处。

⑶样品制备与加样：溶解于TBE或THE内的样品应含指示染料（0.025％溴酚蓝或桔黄橙）、蔗糖（10％-15％）或甘油（5％-10％），也可使用2.5％Fico Ⅱ增加比重，使样品集中，每齿孔可加样5-10靏。

( i/ m9 A# s1 C7 J, s⑷电泳：一般电压为5-15V/cm。对大分子的分离可用电压5V/cm。电泳过程最好在低温条件下进行。

⑸样品回收：电泳结束后在紫外灯下观察样品的分离情况，对需要的DNA分子或特殊片段可从电泳后的凝胶中以不同的方法进行回收，如电泳洗脱法：在紫外灯下切取含核酸区带的凝胶，将其装入透析袋（内含适量新鲜电泳缓冲液），扎紧透析袋后，平放在水平型电泳槽两电极之间的浅层缓冲液中，100V电泳2-3小时，然后正负电极交换，反向电泳2分钟，使透析袋上的DNA释放出来。吸出含DNA的溶液，进行酚抽提、乙醇沉淀等步骤即可完成样品的回收。其它还有低融点琼脂糖法、醋酸铵溶液浸出法、冷冻挤压法等，但各种方法都仅仅有利于小分子量DNA片段（＜1kb）的回收，随着DNA分子量的增大，回收量显著下降。

（三）等电聚焦电泳技术

5 i8 I8 `) z5 `- k- t" f等电聚焦（isoelectric focusing，IEF）是60年代中期问世的一种利用有pH梯度的介质分离等电点不同的蛋白质的电泳技术。由于其分辨率可达0.01pH单位，因此特别适合于分离分子量相近而等电点不同的蛋白质组分。

⒈IEF的基本原理在IEF的电泳中，具有pH梯度的介质其分布是从阳极到阴极，pH值逐渐增大。如前所述，蛋白质分子具有两性解离及等电点的特征，这样在碱性区域蛋白质分子带负电荷向阳极移动，直至某一pH位点时失去电荷而停止移动，此处介质的pH恰好等于聚焦蛋白质分子的等电点（pl）。同理，位于酸性区域的蛋白质分子带正电荷向阴极移动，直到它们的等电点上聚焦为止。可见在该方法中，等电点是蛋白质组分的特性量度，将等电点不同的蛋白质混合物加入有pH梯度的凝胶介质中，在电场内经过一定时间后，各组分将分别聚焦在各自等电点相应的pH位置上，形成分离的蛋白质区带。

⒉pH梯度的组成pH梯度的组成方式有二种，一种是人工pH梯度，由于其不稳定，重复性差，现已不再使用。另一种是天然pH梯度。天然pH梯度的建立是在水平板或电泳管正负极间引入等电点彼此接近的一系列两性电解质的混合物，在正极端吸入酸液，如硫酸、磷酸或醋酸等，在负极端引入碱液，如氢氧化钠、氨水等。电泳开始前两性电解质的混合物pH为一均值，即各段介质中的pH相等，用pH0表示。电泳开始后，混合物中pH最低的分子，带负电荷最多，pI1为其等电点，向正极移动速度最快，当移动到正极附近的酸液界面时，pH突然下降，甚至接近或稍低于PI1，这一分子不再向前移动而停留在此区域内。由于两性电解质具有一定的缓冲能力，使其周围一定的区域内介质的pH保持在它的等电点范围。pH稍高的第二种两性电解质，其等电点为pI2，也移向正极，由于pI2＞pI1，因此定位于第一种两性电解质之后，这样，经过一定时间后，具有不同等电点的两性电解质按各自的等电点依次排列，形成了从正极到负极等电点递增，由低到高的线性pH梯度。

⒊两性电解质载体与支持介质理想的两性电解质载体应在pI处有足够的缓冲能力及电导，前者保证pH梯度的稳定，后者允许一定的电流通过。不同pI的两性电解质应有相似的电导系数从而使整个体系的电导均匀。两性电解质的分子量要小，易于应用分子筛或透析方法将其与被分离的高分子物质分开，而且不应与被分离物质发生反应或使之变性。

常用的pH梯度支持介质有聚丙烯酰胺凝胶、琼脂糖凝胶、葡聚糖凝胶等，其中聚丙烯酰胺凝胶为最常应用。

电泳后，不可用染色剂直接染色，因为常用的蛋白质染色剂也能和两性电解质结合，因此应先将凝胶浸泡在5％的三氯醋酸中去除两性电解质，然后再以适当的方法染色。

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影晌电泳分离的主要因素
由电泳迁移率的公式可以看出，影响电泳分离的因素很多，下面简单讨论一些主要的影响因素：

1. 待分离生物大分子的性质
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, V: v  @* R. J, t1 n待分离生物大分子所带的电荷、分子大小和性质都会对电泳有明显影响。一般来说，分子带的电荷量越大、直径越小、形状越接近球形，则其电泳迁移速度越快。
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( w+ d: k  q, t! A+ ^- i* m2. 缓冲液的性质

. ~4 [3 J9 T) |8 Z6 \缓冲液的pH值会影响待分离生物大分子的解离程度，从而对其带电性质产生影响，溶液pH值距离其等电点愈远，其所带净电荷量就越大，电泳的速度也就越大，尤其对于蛋白质等两性分子，缓冲液pH还会影响到其电泳方向，当缓冲液pH大于蛋白质分子的等电点，蛋白质分子带负电荷，其电泳的方向是指向正极。为了保持电泳过程中待分离生物大分子的电荷以及缓冲液pH值的稳定性，缓冲液通常要保持一定的离子强度，一般在0.02－0.2，离子强度过低，则缓冲能力差，但如果离子强度过高，会在待分离分子周围形成较强的带相反电荷的离子扩散层（即离子氛），由于离子氛与待分离分子的移动方向相反，它们之间产生了静电引力，因而引起电泳速度降低。另外缓冲液的粘度也会对电泳速度产生影响。
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; t( Q' Q# h+ N# o3. 电场强度
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2 p  ]( Q. c0 A电场强度（V/cm）是每厘米的电位降，也称电位梯度。电场强度越大，电泳速度越快。但增大电场强度会引起通过介质的电流强度增大，而造成电泳过程产生的热量增大。电流在介质中所做的功（W）为：
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* T# l* f- o! B, @7 z9 u                           W=I2.R.t

上式中：I为电流强度，R为电阻，t为电泳时间。
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电流所作的功绝大部分都转换为热，因而引起介质温度升高，这会造成很多影响：

①样品和缓冲离子扩散速度增加，引起样品分离带的加宽；②产生对流，引起待分离物的混合；③如果样品对热敏感，会引起蛋白变性；④引起介质粘度降低、电阻下降等等。电泳中产生的热通常是由中心向外周散发的，所以介质中心温度一般要高于外周，尤其是管状电泳，由此引起中央部分介质相对于外周部分粘度下降，摩擦系数减小，电泳迁移速度增大，由于中央部分的电泳速度比边缘快，所以电泳分离带通常呈弓型。降低电流强度，可以减小生热，但会延长电泳时间，引起待分离生物大分子扩散的增加而影响分离效果。所以电泳实验中要选择适当的电场强度，同时可以适当冷却降低温度以获得较好的分离效果。
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+ F0 _7 _1 g9 h8 I- x' ?! j4. 电渗

液体在电场中，对于固体支持介质的相对移动，称为电渗现象。由于支持介质表面可能会存在一些带电基团，如滤纸表面通常有一些羧基，琼脂可能会含有一些硫酸基，而玻璃表面通常有Si-OH基团等等。这些基团电离后会使支持介质表面带电，吸附一些带相反电荷的离子，在电场的作用下向电极方向移动，形成介质表面溶液的流动，这种现象就是电渗。在pH值高于3时，玻璃表面带负电，吸附溶液中的正电离子，引起玻璃表面附近溶液层带正电，在电场的作用下，向负极迁移，带动电极液产生向负极的电渗流。如果电渗方向与待分离分子电泳方向相同，则加快电泳速度；如果相反，则降低电泳速度。
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% z: A4 I* z( j) g# d6 C5. 支持介质的筛孔

, G1 X5 E# [$ i& K( [支持介质的筛孔大小对待分离生物大分子的电泳迁移速度有明显的影响。在筛孔大的介质中泳动速度快，反之，则泳动速度慢。

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检验项目
3 X( V) Q( Q- p5 r0 L$ u- a: ? 质量指标
6 ^" v) S' L9 L; M# U7 b 检验方法
' q- ?# \/ n: G0 V6 q) k7 J  V/ \
. W3 \$ h. o3 w& x漆膜颜色及外观
5 C$ p0 c9 ]2 ]6 _ 产品色彩平整、光滑
0 O+ b7 K9 n2 H GB1729

漆膜光泽（ 60% ）
; q  P$ P& s% M( l' } ≥ 50
: l4 I/ ?! f& l GB9754
4 x) I2 f$ Z) B( D1 P
: K4 x, v& C) l( @4 q! n7 G6 F; V漆膜附着力（级）
0
GB 检验前漆膜表面必须用绸布擦干净

漆膜耐冲击（ kg.cm ）
5 ]' R# a: z* e* P6 m 50
GB1732

0 q4 J& l# L% t3 V5 l+ E漆膜硬度（ H ）
2-3
GB6793

漆膜厚度（ μ m ）
20-30
GB1764

漆膜柔韧性（ mm ）
8 S5 |$ X( _6 }5 Z$ e 1
* j% B. b% |, e7 Y: Z GB1731
* k1 F' D: |  }  ?! h0 z* H. R
漆膜耐盐雾性（ h ）
7 I4 T+ }4 m$ P ≥ 72
$ A8 t) T( T& B* A ASTMB117
1 P, n- S  v; D$ \% {
漆膜耐水性（周期）
20
JB/Z111 之 4.1.1 条

漆膜耐酸性（ h ）
8
& H% U$ `/ s# G& w: @+ _# ?2 v JB/Z111 之 4.1.9 条
3 E) q! K. z; m
漆膜耐碱性（ h ）
4
JB/Z111 之 4.1.8 条
; p* f9 _1 E+ v. P% Z
5 ~2 ?7 w5 @3 ]& C  Z! y漆膜溶剂性（次）
$ A) S$ h" ^* K* R4 g 200
4 n& F# I5 t  f0 Q7 I+ r GB1763-79 （ 85 ）

漆膜耐汽油性（ h ）
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GB1734